تاثیر سه نژاد بیمارگر زنگ ساقه) (Puccinia graminis f. sp. tritici بر فعالیت آنزیم‌های آنتی اکسیدانی در ارقام حساس و مقاوم گندم در مرحله گیاهچه‌ای

نوع مقاله : مقاله پژوهشی

نویسنده

عضو هیات علمی گروه بیوتکنولوژی و به نژادی گیاهی، دانشکده کشاورزی، دانشگاه فردوسی مشهد

10.22126/cbb.2024.11345.1090

چکیده

مقدمه: بیماری زنگ ساقه گندم که توسط عامل قارچی (Pgt) Puccinia graminis f. sp. tritici ایجاد می­شود، یکی از مخرب­ترین بیماری­های گندم است. یافته­ها پیش از این نشان داده­اند که آنزیم­های آنتی­اکسیدانی نقش مهمی در مقاومت به تنش­های زیستی به­ویژه قارچ­های بیوتروفی دارند. مطالعه حاضر به مقایسه اثرات سه نژاد مختلف Pgt بر فعالیت آنزیم­های آنتی­اکسیدانی در دو رقم حساس و مقاوم گندم در سه نقطه زمانی مختلف 24، 48 و 72 ساعت پس از مایه­زنی می­پردازد.
مواد و روش‌ها: بذر دو ژنوتیپ گندم حساس (موروکو) و مقاوم (Btsr24Agt) به زنگ ساقه و اسپور سه نژاد بیمارگر زنگ ساقه شامل PTRTF، TKTTF و TTKTK از موسسه تحقیقات اصلاح و تهیه نهال و بذر کرج تهیه شد. آزمایش به صورت فاکتوریل در قالب طرح کاملاً تصادفی با سه تکرار اجرا شد. بذرها در گلدان­هایی به­ قطر  24 سانتی­متر حاوی مخلوطی از پیت­ماس، ماسه و خاک کشت شد و در شرایط 16 ساعت روشنایی و 8 ساعت تاریکی و دمای 24 -22 درجه سانتی­گراد نگهداری شدند. مایه­زنی اسپور نژادهای Pgt در سطح برگ­های گیاهان هنگامی که در مرحله 12 از مقیاس زادوکس بودند با یک برس به نحوی انجام شد که سطح همه برگ­ها به اسپور آغشته شود. گیاهچه­های شاهد به­ همان روش با آب مقطر استریل تیمار شدند. به­منظور استقرار بیماری، گیاهان مایه­زنی شده به ­همراه شاهد به­ مدت 18 ساعت در تاریکی در دمای 18 درجه سانتی­گراد با رطوبت نسبی 100 درصد (در حد اشباع) قرار گرفتند و سپس در اتاقک رشد با شرایط ذکر شده نگهداری شدند. برگ­های گیاهان مایه­زنی شده و کنترل در زمان­های 24، 48 و 72 ساعت پس از مایه‎زنی برداشت شدند و فعالیت آنزیم سوپراکسید دیسموتاز (SOD) و آنزیم گایاکول پراکسیداز (GPX) اندازه­گیری شدند.
یافته‌ها: فعالیت آنزیم GPX در همه زمان­های اندازه­گیری شده در گیاهان آلوده در مقایسه با شاهد افزایش یافت. کم­ترین میزان فعالیت GPX در زمان 24 ساعت پس از مایه­زنی و با گذشت زمان در 48 و 72 ساعت پس از مایه­زنی افزایش یافت، به­نحوی که بیشترین میزان فعالیت مربوط به 72 ساعت پس از مایه­زنی بود. میزان فعالیت آنزیم در ژنوتیپ مقاوم به ­وضوح بیشتر از رقم حساس بود. در حالی که فعالیت آنزیم SOD در هر دو ژنوتیپ حساس و مقاوم در 24 ساعت پس از مایه­زنی بیش از زمان­های 48 و 72 ساعت پس از مایه­زنی بود. فعالیت آنزیم SOD در نژادهای PTRTF و TKTTF نسبت به شاهد افزایش محسوس داشت. در مقابل، نژاد TTKTK نسبت به شاهد تغییری نشان نداد. همچنین میزان فعالیت آنزیم SOD در رقم حساس نسبت به شاهد افزایش نشان داد در حالیکه در ژنوتیپ مقاوم نسبت به شاهد تغییری مشاهده نشد.
نتیجه‌گیری: از آنجا که میزان فعالیت GPX در همه زمان­ها و نژادهای بررسی شده در ژنوتیپ مقاوم بیش از ژنوتیپ حساس بود، شاید بتوان برای این آنزیم نقش مهمی در مهار ROS ناشی از بیمارگر و در نتیجه مکانیسم­های دفاعی قائل شد. در میان­کنش بین گیاه و بیمارگر بیوتروف، عموماً فعالیت هر یک از آنزیم­های آنتی­اکسیدانی علاوه ­بر متأثر بودن از نوع تعامل (سازگار و ناسازگار)، به نژاد، رقم و زمان پس از مایه­زنی بستگی دارد.

کلیدواژه‌ها

موضوعات


عنوان مقاله [English]

Effect of Three Pathogen Races of Puccinia graminis f. sp. tritici on the Activity of Antioxidant Enzymes in Sensitive and Resistant Wheat Varieties at the Seedling Stage.

نویسنده [English]

  • Nasrin Moshtaghi
Departement of Biotechnology and and Plant Breeding, Faculty of Agriculture, Ferdowsi University of Mashhad, Mashhad, Iran
چکیده [English]

Introduction: Stem rust disease of wheat, caused by Puccinia graminis f. sp. tritici, (Pgt) is the most devastating disease affecting wheat crops. Findings have demonstrated that antioxidant enzymes play a vital role in conferring resistance to biotic stresses, particularly against biotrophic fungi. This study aims to compare the effects of three distinct races of Pgt on the activity of antioxidant enzymes in both susceptible and resistant wheat cultivars at three time points 24, 48, and 72 hours after inoculation (hai).
Materials and methods: Seeds of two wheat genotypes including susceptible (Morocco) and resistant (Btsr24Agt) to stem rust and spores of three stem rust races (PTRTF, TKTTF and TTKTK) were obtained from Seed and Seedling Breeding and Production Research Institute of Karaj, Iran. The experiment was carried out as a factorial in a completely randomized design with three replications. The seeds were planted in 24 cm diameter pots containing a mixture of peat moss, sand and soil and were maintained under conditions of 16 hours of light and 8 hours of darkness at 22-24°C. Inoculation of Pgt races on the whole leaf surface of seedlings was carried out by a brush paint when they were in stage 12 of the Zadox scale. Control seedlings were treated in the same way with sterile distilled water. In order to establish the disease, the inoculated and control plants were kept in the darkness for 18 hours at 18°C ​​with 100% relative humidity and then maintained in a growth chamber with the above conditions. The leaves of the inoculated and control plants were harvested at 24, 48 and 72 hours after inoculation and the activities of superoxide dismutase (SOD) and guaiacol peroxidase (GPX) were measured.
Results: The activity of the GPX enzyme was significantly increased in infected plants compared to the control at all time points. The lowest GPX activity was recorded at 24 hours, followed by increases at 48 and 72 hai, the highest activity observed at 72 hai. Notably, the resistant genotype exhibited higher GPX activity than the susceptible cultivar. In contrast, SOD enzyme activity increased in both cultivars at 24 hai compared to 48 and 72 hai. The PTRTF and TKTTF races showed a significant increase in SOD activity compared to controls, while the TTKTK race did not exhibit any change. Additionally, the susceptible cultivar demonstrated increased enzyme activity compared to controls, whereas the resistant cultivar showed no significant change.
Conclusion: The consistently higher GPX activity observed in resistant genotype compared to susceptible cultivar. Across all time points and races indicates that this enzyme likely plays a crucial role in scavenging reactive oxygen species (ROS) induced by pathogens, thereby contributing to the plant's defense mechanisms. In plant-biotrophic pathogen interactions, the activity of antioxidant enzymes is influenced not only by the type of interaction (compatible or incompatible) but also by the specific race, host variety, and hours after inoculation.

کلیدواژه‌ها [English]

  • Keywords: stem rust
  • Superoxide dismutase (SOD)
  • Guaiacol peroxidase (GPX)
  • Reactive Oxygen Species (ROS)
Abdelaal, K.A., Hafez, Y., Badr, M., Youseef, W., & Esmail, S. M. 2014. Biochemical, histological and molecular changes in susceptible and resistant wheat cultivars inoculated with  stripe rust fungus Puccinia striiformis f. sp. tritici. Egyptian Journal of Biological Pest Control, 24(2).
Alafari, H.A., Hafez, Y., Omara, R., Murad, R., Abdelaal, K., Attia, K., & Khedr, A. 2024. Physio-biochemical, anatomical, and molecular analysis of resistant and susceptible wheat cultivars infected with TTKSK, TTKST, and TTTSK novel puccinia graminis races. Plants, 13(7), 104. https://doi.org/10.3390/plants13071045
Anahid F., Zaeifizadeh M., Shahbazi H., Ghasemi M. 2013. Changes in activity of antioxidative enzymes in wheat cultivars seedling against stripe rust. Int. J. Agron. Plant Prod, 4, 2606–2611. https://doi.org/10.1016/j.pmpp.2023.101960
Asthir, B., Koundal, A., Bains, N., & Mann, S. 2010. Stimulation of antioxidative enzymes and polyamines during stripe rust disease of wheat. Biologia Plantarum, 54, 329-333. https://doi.org/10.1007/s10535-010-0057-4
Beauchamp, C., & Fridovich, I. 1971. Improved assays and an assay applicable to acrylamide gels. Anal. Biochem, 44(1), 276-287. https://doi.org/10.1016/0003-2697(71)90370-8
Chen, Y., Mao, H., Wu, N., Ma, J., Yuan, M., Zhang, Z., Yuan, S., & Zhang, H. 2019. Effects of stripe rust infection on the levels of redox balance and photosynthetic capacities in wheat. International Journal of Molecular Sciences, 21(1), 268. https://doi.org/10.3390/ijms21010268
Chen, Y.E., Cui, J.M., Su, Y.Q., Yuan, S., Yuan, M., & Zhang, H.Y. 2015. Influence of stripe rust infection on the photosynthetic characteristics and antioxidant system of susceptible and resistant wheat cultivars at the adult plant stage. Frontiers in Plant Science, 6, 779.  https://doi.org/10.3389/fpls.2015.00779
Das, K., & Roychoudhury, A. 2014. Reactive oxygen species (ROS) and response of antioxidants as ROS-scavengers during environmental stress in plants. Frontiers in Environmental Science, 2, 53.  https://doi.org/10.3389/fenvs.2014.00053
De Souza, I.R., & MacAdam, J.W. 1998. A transient increase in apoplastic peroxidase activity precedes decrease in elongation rate of B73 maize (Zea mays) leaf blades. Physiologia Plantarum, 104(4), 556-562. https://doi.org/10.1034/j.1399-3054.1998.1040406.x
FAO (2022). FAOSTAT, Crop and livestock statistics products, Last Update October 7, 2024, Retrieved  from https://www.fao.org/faostat/en/#data/QCL.
Feng, H., Wang, X., Zhang, Q., Fu, Y., Feng, C., Wang, B., Huang, L., & Kang, Z. 2014. Monodehydroascorbate reductase gene, regulated by the wheat PN-2013 miRNA, contributes to adult wheat plant resistance to stripe rust through ROS metabolism. Biochimica et Biophysica Acta (BBA)-Gene Regulatory Mechanisms, 1839(1), 1-12.  https://doi.org/10.1016/j.bbagrm.2013.11.001
Foyer, C.H., & Noctor, G. 2005. Redox homeostasis and antioxidant signaling: a metabolic interface between stress perception and physiological responses. The Plant Cell, 17(7), 1866-1875.  https://doi.org/10.1105/tpc.105.033589
Jones, J.D., & Dangl, J.L. 2006. The plant immune system. Nature, 444(7117), 323-329. https://doi.org/10.1038/nature05286
Kanja C, Hammond-Kosack KE. 2020. Proteinaceous effector discovery and characterization in filamentous plant pathogens. Molecular Plant Pathology,  21, 1353-1376. https://doi.org/10.1111/mpp.12980
Lidwell-Durnin, J., & Lapthorn, A. 2020. The threat to global food security from wheat rust: Ethical and historical issues in fighting crop diseases and preserving genetic diversity. Global Food Security, 26, 100446 . https://doi.org/10.1016/j.gfs.2020.100446
Lorrain, C., Petre, B., & Duplessis, S. 2018. Show me the way: rust effector targets in heterologous plant systems. Current Opinion in Microbiology, 46, 19-25. https://doi.org/ 10.1016/j.mib.2018.01.016
Maurya, R., & Namdeo, M. 2022. Superoxide Dismutase: A Key Enzyme for the survival of  intracellular pathogens in host. IntechOpen. https://doi.org/10.5772/intechopen.100322
Mittler, R. 2017. ROS are good. Trends Plant Science, 22(1), 11-19. https://doi.org/ 10.1016/j.tplants.2016.08.002
Mittler, R., Vanderauwera, S., Gollery, M., & Van Breusegem, F. 2004. Reactive oxygen gene network of plants. Trends in Plant Science, 9(10), 490-498 .  https://doi.org/10.1016/j.tplants.2004.08.009
Salcedo, A.F. 2018. Unraveling the mechanisms of Sr35-based resistance in the wheat-Puccinia graminis f. sp. tritici pathosystem.
Seifi, H., Serajazari, M., Kaviani, M., Pauls, P., Booker, H., & Navabi, A. 2021. Immunity to stripe rust in wheat: A case study of a hypersensitive-response (HR)-independent resistance to Puccinia striiformis f. sp. tritici in Avocet-Yr15. Canadian Journal of Plant Pathology, 43(sup2), S188-S197.  https://doi.org/10.1080/07060661.2021.1907448
Torres, M.A., Jones, J.D., & Dangl, J.L. 2006. Reactive oxygen species signaling in response to pathogens. Plant Physiology, 141(2), 373-378. https://doi.org/10.1104/pp.106.079467
Wang, C.F., Huang, L.L., Buchenauer, H., Han, Q.M., Zhang, H.C., & Kang, Z.S. 2007. Histochemical studies on the accumulation of reactive oxygen species (O2 and H2O2) in the incompatible and compatible interaction of wheat—Puccinia striiformis f. sp. tritici. Physiological and Molecular Plant Pathology, 71(4-6), 230-239.  https://doi.org/10.1016/j.pmpp.2008.02.006
Wang, X., Che, M.Z., Khalil, H.B., McCallum, B. D., Bakkeren, G., Rampitsch, C., & Saville, B.J. 2020. The role of reactive oxygen species in the virulence of wheat leaf rust fungus Puccinia triticina. Environmental Microbiology, 22(7), 2956-2967. https://doi.org/10.1111/1462-2920.15063
Zaid, A., Wani, S.H. 2019. Reactive oxygen species generation, scavenging and signaling in plant defense responses. Bioactive Molecules in Plant Defense, 111-132. https://doi.org/10.1007/978-3-030-27165-7_7
Zainy, Z., Fayyaz, M., Yasmin, T., Hyder, M.Z., Haider, W., & Farrakh, S. 2023. Antioxidant enzymes activity and gene expression in wheat-stripe rust interaction at seedling stage. Physiological and Molecular Plant Pathology, 124, 101-960 . https://doi.org/10.1016/j.pmpp.2023.101960
Zhang, H., Wang, C., Cheng, Y., Chen, X., Han, Q., Huang, L., Wei, G., & Kang, Z. 2012. Histological and cytological characterization of adult plant resistance to wheat stripe rust. Plant Cell Reports, 31, 2121-2137 . https://doi.org/10.1007/s00299-012-1322-0
Zipfel, C. 2014. Plant pattern-recognition receptors. Trends in Immunology, 35(7), 345-351. https://doi.org/10.1016/j.it.2014.05.004
Zadoks, J.C., Chang, T.T., & Konzak, C.F. 1974. A decimal code for the growth stages of cereals. Weed research14(6), 415-421. https://doi.org/10.1111/j.1365-3180.1974.tb01084.x