تجزیه ارتباطی برای رنگیزه‌های فتوسنتزی در گندم نان (Triticum aestivum L.) تحت تنش سرمای دیررس بهاره

نوع مقاله : مقاله پژوهشی

نویسندگان

1 دانش آموخته کارشناسی ارشد، گروه ژنتیک و به‌نژادی گیاهی، دانشکده کشاورزی، دانشگاه تربیت مدرس، تهران.

2 استادیار، گروه ژنتیک و به‌نژادی گیاهی، دانشکده کشاورزی، دانشگاه تربیت مدرس، تهران.

3 استاد، گروه تولید و ژنتیک گیاهی، دانشکده کشاورزی دانشگاه ارومیه، ارومیه، ایران.

چکیده

مقدمه: گندم نان (Triticum aestivum L.) اولین غله و مهمترین گیاه زراعی دنیا است. نحوه تغییرات صفات فیزیولوژیک مختلف در اثر سرمای دیررس بهاره در ارقام حساس و متحمل می­تواند در شناسایی راهکارهای تحمل به سرما مفید واقع شود. یکی از این تغییرات فیزیولوژیک تغییر در میزان کلروفیل برگ است. در همین راستا این تحقیق با هدف بررسی تغییرات رنگیزه­های فتوسنتزی در گندم نان تحت تنش سرمای دیررس بهاره و تجزیه ارتباطی برای این صفات انجام گرفت.
مواد و روش‌ها: در مطالعه حاضر تغییرات غلظت کلروفیل a، کلروفیل b، کلروفیل کل و کارتنوئیدها، در 70 رقم گندم نان در دو دمای 8+ درجه سانتی­گراد (شاهد) و  2- درجه سانتی­گراد (به عنوان تنش سرما) بررسی و ارتباطات نشانگر-صفت شناسایی شد. بدین منظورکشت ارقام در قالب طرح کاملاً تصادفی با سه تکرار در گلخانه انجام شد. ارقام در مرحله زایشی (کد زادوکس 48 تا 60) با دماهای 8+ و ۲- درجه سانتی­گراد تیمار شدند. بدین منظور دما از 24 درجه سانتی­گراد تا سطح دمای مورد نظر، هر یک ساعت دو درجه سانتی‌گراد کاهش یافت، سپس گیاهان به مدت دو ساعت در آن سطح دمایی متوقف شده و بعد از اعمال تنش، دما به صورت تدریجی به 24 درجه سانتی­گراد برگردانده شد و پس از 24 ساعت نمونه­برداری از گیاهان انجام گرفت.
یافته‌ها: با توجه به نتایج مقایسات میانگین ارقام گندم در سطوح دماهای مورد مطالعه، رقم مغان2 بیشترین میزان تغییر غلظت؛ (mg.g-1 70/20) و رقم کرج3 کمترین میزان تغییر غلظت؛ (mg.g-130/4) برای کلروفیل a، رقم چمران2 بیشترین میزان تغییر غلظت؛ (mg.g-1 78/7) و رقم بهاران کمترین میزان تغییر غلظت؛ (mg.g-1 16/0) برای کلروفیل b، رقم مغان2 بیشترین میزان تغییر غلظت؛ (mg.g-1 70/20) و رقم کرج3 کمترین میزان تغییر غلظت؛ (mg.g-1130/4) برای کلروفیل کل، رقم احسان بیشترین میزان تغییر غلظت؛ (mg.g-1 75/1) و رقم نیشابور کمترین میزان تغییر غلظت؛ ( mg.g-1 009/0) برای کارتنوئید نشان دادند. ارقام با کمترین تغییر غلظت را می­توان ارقام متحمل به سرمای دیررس بهاره در نظر گرفت. در تجزیه ارتباطی؛ چهار نشانگر SSR در شرایط دمایی 8+ درجه سانتی­گراد و چهار نشانگر SSR در شرایط دمایی 2- درجه سانتی­گراد برای صفت کلروفیل a، سه نشانگر SSR در شرایط دمایی 8+ درجه سانتی­گراد و پنج نشانگر SSR در شرایط دمایی 2- درجه سانتی­گراد برای صفت کلروفیل b، پنج نشانگر SSR در شرایط دمایی 8+ درجه سانتی­گراد و پنج نشانگر SSR در شرایط دمایی 2- درجه سانتی­گراد برای کلروفیل کل و تعداد چهار نشانگرSSR  در شرایط دمایی 8+ درجه سانتی­گراد و یک نشانگر SSR در شرایط دمایی 2- درجه سانتی­گراد برای صفت کارتنوئید شناسایی شد.
نتیجه‌گیری: با توجه به نتایج حاصل از تجزیه ساختار، اغلب ژنوتیپ­ها بر اساس منشأ و تیپ رشدی تفکیک نشدند. شناسایی ارتباطات نشانگر- صفت به دلیل معنی­دار بودن اثر متقابل دما و رقم بصورت جداگانه با داده­های هر محیط (8+ و 2- درجه سانتی­گراد) انجام گرفت. تعداد ارتباط معنی­دار بیشتری در شرایط 8+ درجه سانتی­گراد نسبت به 2- درجه سانتی­گراد شناسایی شد. تعدادی از ارتباطات معنی­دار در دو محیط برای یک یا چند صفت خاص به‌طور مشترک شناسایی شدند، که حاکی از پایداری بالای این نشانگرها می­باشد. اطلاعات حاصل از این تحقیق نشان داد که نشانگرهای SSR ابزار توانمندی برای ارزیابی تنوع ژنتیکی و ساختار جمعیت ژنوتیپ‌­های گندم هستند.

کلیدواژه‌ها

موضوعات

عنوان مقاله [English]

Association Analysis for Photosynthetic Pigments in Bread Wheat (Triticum aestivum L.) under Late Cold stress

نویسندگان [English]

  • Mohammad Ali Abdollahi 1
  • Reza Qoli Mirfakhrai 2
  • Reza Darvishzadeh 3
1 MSc. Student, Department of Genetics and Plant Breeding, Faculty of Agriculture, Tarbiat Modares University, Tehran.
2 Assistant Professor, Department of Genetics and Plant Breeding, Faculty of Agriculture, Tarbiat Modares University, Tehran.
3 Professor, Department of Plant Production and Genetics, Faculty of Agriculture, Urmia University, Urmia.
چکیده [English]

Introduction: Bread wheat (Triticum aestivum L.) is the most widely cultivated cereal and a globally significant crop. Understanding physiological trait responses to late spring cold stress in susceptible and tolerant cultivars provides insights into cold tolerance mechanisms. One critical physiological trait affected by cold stress is leaf chlorophyll content. This study aimed to investigate the changes of photosynthetic pigments and their association with SSR markers in bread wheat subjected to late spring cold stress.
Materials and methods: Changes in the concentrations of chlorophyll a, chlorophyll b, total chlorophyll, and carotenoids were evaluated in 70 bread wheat varieties under two temperature treatments: +8°C (control) and -2°C (cold stress). The cultivars were grown in a greenhouse under a completely randomized design with three replications. During the reproductive stage (Zadoks growth stages 48–60), temperature treatments were applied by gradually reducing the temperature from 24°C to the target temperature at a rate of -2°C per hour. Plants were maintained at the target temperature for two hours before being returned to 24°C. Sampling for trait measurements and molecular experiments was conducted 24 hours after the stress treatment.
Results: Mean comparisons revealed significant variations among cultivars across temperature treatments. For chlorophyll a, Moghan2 exhibited the highest change (20.70), while Karaj3 showed the lowest (4.30). For chlorophyll b, Chamran2 showed the highest change (7.78 mg.g⁻¹), whereas Baharan showed the lowest (0.16). Total chlorophyll changes were highest in Moghan2 (20.70) and lowest in Karaj3 (4.30). For carotenoids, Ehsan exhibited the highest change (1.75), while Neyshabour displayed the lowest (0.009). Cultivars with minimal pigment changes were identified as potentially tolerant to late spring cold stress. Marker-trait association analysis identified specific SSR markers linked to pigment traits under control and stress conditions. Four SSR markers were identified under control conditions (+8°C) and four under cold stress (-2°C) for chlorophyll a. For chlorophyll b, three SSR markers were linked under control conditions and five under cold stress conditions. Total chlorophyll was associated with five SSR markers under both environments. Four SSR markers were identified under control conditions for carotenoids, while only one was detected under cold stress.
Conclusion: Structure analysis revealed that most genotypes were not clustered based on origin or growth type. Due to significant genotype × environment interactions, marker-trait associations were analyzed separately for control and stress conditions. More quantitative trait loci (QTL) were identified at 8°C than at -2°C. Several markers showed consistent associations across environments, demonstrating high stability and utility for marker-assisted selection. These results highlight the efficacy of SSR markers in evaluating genetic diversity and population structure among wheat genotypes, providing valuable tools for breeding programs aimed at improving cold tolerance.

کلیدواژه‌ها [English]

  • Chlorophyll
  • Infromativer markers
  • Low-temperature stress
  • Microsatellite markers
  • Wheat

مراجع

Abedi, T. & Mojiri, A. 2020. Cadmium uptake by wheat (Triticum aestivum L.): An overview. Plants, 9(4), 500-514.
Altaf, MT., Tatar, M., Ali, A., Liaqat, W., Mortazvi, P., Kayihan, C., Ölmez, F., Nadeem, M.A., Javed, J., Gou, J-Y., Wang, M-L., Umar, U.U.D., Daşgan, H.Y., Kurt, C., Yildiz, M., Mansoor, S., Dababat, AA., Çeliktaş, N., & Baloch, F.S. 2024. Advancements in QTL mapping and GWAS application in plant improvement. Turkish Journal of Botany, 48(7). https://doi.org/10.55730/1300-008X.2824.
Aranzana, M. J., Kim, S., Zhao, K., Bakker, E., Horton, M., Jakob, K., ... & Nordborg, M. 2005. Genome-wide association mapping in Arabidopsis identifies previously known flowering time and pathogen resistance genes. PLoS Genet, 1(5), e60. doi: 10.1371/journal.pgen.0010060.
Agrama, H. A., Eizenga, G. C. & Yan, W. 2007. Association mapping of yield and its components in rice cultivars. Molecular Breeding, 19(4), 341-356. https://doi.org/10.1007/s11032-006-9066-6
Allahabadi, M., Mirfakhrai, R. Q., & Darvishzadeh, R. 2024. Changes in proline and fructan concentration in leaves of bread wheat cultivars under the occurrence of cold stress at the beginning of the reproductive growth stage. Cereal Biotechnology and Biochemistry, 3(1), 1-14. doi: 10.22126/cbb.2024.10783.1073
Asghari, S. and R.G. Mirfakhraii. 2011. Study on genetic variation in some wheat cultivars using microsatellite markers and physiological traits under late spring stress. M.Sc. Thesis, Tarbiat Modares University, Tehran, Iran, 120 pp (In Persian).
Bilger, W. & Björkman, O. 1991. Temperature dependence of violaxanthin de-epoxidation and non-photochemical fluorescence quenching in intact leaves of Gossypium hirsutum L. and Malva parviflora L., Planta, 184(2), 226–234. doi: 10.1007/BF00197951.
Castrillo, M., Trujillo, I. 1994. Ribulose-1,5-bisphosphate carboxylase activity and chlorophyll and protein contents in two cultivars of French bean plants under water stress and rewatering. Photosynthetica, 30, 175-181,
Done, T. J., Dayton, P. K., Dayton, A. E. & Steger, R. 1991. Regional and local variability in recovery of shallow coral communities: Moorea, French Polynesia and central Great Barrier Reef. Coral Reefs, 9(4), 183-192.‏ https://doi.org/10.1007/BF00290420
Evano, G., Tadiparthi, K. & Couty, F. 2005. Copper-mediated cross-coupling of 1, 1-dibromo-1-alkenes with dialkyl phosphites: a convenient synthesis of 1-alkenylphosphonates. Chemical Communications, 47(1), 179-181.‏ DOI https://doi.org/10.1039/C0CC01617A
Fowler, D. B., Breton, G., Limin, A. E., Mahfoozi, S. & Sarhan, F. 2001. Photoperiod and temperature interactions regulate low-temperature-induced gene expression in barley. Plant Physiology, 127(4), 1676–1681. 10.1104/pp.010483
Gholinezhad, E., Darvishzadeh, R., & Abhari, A. 2022. Drought Stress and Strategies to cope with it in Crops. Journal of Plant Environmental Physiology, 17(67), 152-184. DOI: 10.30495/iper.2022.1966339.1818.
Gholinezhad, E., Darvishzadeh, R., & Abhari, A. 2024. Strategies to deal with salinity and oxidative stress in crops. Sustainability, Development & Environment, 5(1), 21-42.
Gull, A., Ahmad Lone, A. and Ul Islam Wani N. 2019. Biotic and Abiotic Stresses in Plants [Internet]. Abiotic and Biotic Stress in Plants. IntechOpen. Available from: http://dx.doi.org/10.5772/intechopen.85832.
Groppa, M. D. & Benavides, M. P. 2008. Polymines and abiotic stress: recent advances. Amino Acids, 34(1), 35-45. doi: 10.1007/s00726-007-0501-8
Hardy, O.J. & Vekemans, X. 2002. SPAGeDi: a versatile computer program to analyse spatial genetic structure at the individual or population levels. Molecular Ecology Notes 2, 618-620. https://doi.org/10.1046/j.1471-8286.2002.00305.x
Karim, M. R., Sabouri, H., Ebrahimi, M. A. & Sanchouli, S. 2023. Association analysis of agronomic traits using microsatellite markers (SSR) in different rice genotypes in terms of flooding and drought. Environmental Stresses in Crop Sciences, 16(1), 263-275. doi: 10.22077/escs.2022.4561.2040
Karimzadeh, G., Darvishzadeh R., Jalali-Javaran, M. & Dehghani, H. 2005. Cold-induced accumulation of protein in the leaves of spring and winter barley cultivars. Acta Biologica Hungarica, 56 (1-2), 83-96.
Knight, H. & Knight, M.R. 2001. Abiotic stress signalling pathways: Specificity and cross-talk. Trends in Plant Science, 6, 262-267. https://doi.org/10.1016/s1360-1385%2801%2901946-x
Lichtenthaler, H. K. 1987. Chlorophylls and carotenoids: pigments of photosynthetic biomembranes. Methods in Enzymology, 148, 350-382.‏ DOI:10.1016/0076-6879(87)48036-1
Mohammadalizadeh, O., Darvishzadeh, R., Mohammadi, V., Soufimaleky, S., & Kahrizi, D. 2024. Principles and Applications of Next-Generation Sequencing (NGS) Technology in Life Sciences (with a Focus on Cereal Breeding). Cereal Biotechnology and Biochemistry, 3(1), 110-231. doi: 10.22126/cbb.2024.11011.1080
Nachit, M. M., Elouafi, I., Pagnotta, A., El Saleh, A., Iacono, E., Labhilili, M. & Khairallah, M. 2001. Molecular linkage map for an intraspecific recombinant inbred population of durum wheat (Triticum turgidum L. var. durum). Theoretical and Applied Genetics, 102(2,3), 177-186.‏ https://doi.org/10.1007/s001220051633
Powel, W. C. 1996. Complex roles of matrix metalloproteinase in tumor progression. Curr. Top. Microbiol. Immunol., 213, 1-21.‏ doi: 10.1007/978-3-642-61107-0_1
Pritchard, J. K., Stephens, M., Rosenberg, N. A. & Donnelly, P. 2000. Association mapping in structured populations. The American Journal of Human Genetics, 67(1), 170-181. https://doi.org/10.1086/302959
Pritchard, J.K., Stephens, M. & Donnelly, P. 2000. Inference of population structure using multilocus genotype data. Genetics, 155(2), 945–59. https://doi.org/10.1093/genetics/155.2.945
Prasad, M., N. Kumar, P.L. Kulwal, M.S. Roder, H.S. Balyan, H.S. Dhaliwal and P.K. Gupta. 2003. QTL analysis for grain protein content using SSR markers and validation studies using NILs in bread wheat. Theoretical and Applied Genetics, 106, 659-667.
Pasam, R.K., Sharma, R., Malosetti, M., Eeuwijk, F.A.V., Haseneyer, G., Kilian, B. & Graner, A. 2012. Genome-wide association studies for agronomical traits in a worldwide spring barley collection. BMC Plant Biol, 12 (1), 16. doi: 10.1186/1471-2229-12-16
Pour-Aboughadareh, A., Poczai, P., Etminan, A., Jadidi, O., Kianersi, F. and Shooshtari, L. 2022. An analysis of genetic variability and population structure in wheat germplasm using microsatellite and gene-based markers. Plants 11 (9), 1205.
Rathan, N.D., Krishna, H., Ellur, R.K., Sehgal, D., Govindan, V., Ahlawat, A.K., Krishnappa, G., Jaiswal, J.P., Singh, J.B., Sv, S., Ambati, D., Singh, S.K., Bajpai, S.K. and Singh, A.M. 2022. Genome-wide association study identifies loci and candidate genes for grain micronutrients and quality traits in wheat (Triticum aestivum L.). Scientific Reports, 12, 7037.
Roy, J. K., Prasad, M., Varshney, R. K., Balyan, H. S., Blake, T. K., Dhaliwal, H. S., Edwards, K. J. & Gupta, P. K. 1999. Identification of a microsatellite on chromosomes 6B and a STS on 7D of bread wheat showing an association with preharvest sprouting tolerance. Theoretical and Applied Genetics, 99(1–2), 336–340. https://doi.org/10.1007/s001220051241
Reich, D.E. & Lander, E.S. 2001. On the allelic spectrum of human disease. Trends in Genetics, 17, 502-10. doi: 10.1016/s0168-9525(01)02410-6
Reich, D.E., Cargill, M., Bolk, S., Ireland, J., Sabeti, P.C., Richter, D.J., Lavery, T., Kouyoumjian, R., Farhadian, S., Ward, R. & Lander, E.S. 2001. Linkage disequilibrium in the human genome. Nature, 411(6834), 199–204. https://doi.org/10.1038/35075590
Rezaeizad, A., Wittkop, B., Snowdon, R., Hasan, M., Mohammadi, V., Zali, A., & Friedt, W. 2011. Identification of QTLs for phenolic compounds in oilseed rape (Brassica napus L.) by association mapping using SSR markers. Euphytica, 177, 335-342. https://doi.org/10.1007/s10681-010-0231-y
Röder, M.  S., Korzun, V., Wendehake, K., Plaschke, J., Tixier, M.-H., Leroy, P. & Ganal, M.W. 1998. A microsatellite map of wheat. Genetics, 149(4), 2007–2023. doi: 10.1093/genetics/149.4.2007
Roy J.K., Bandopadhyay R., Rustgi1 S., Balyan1 H.S. and Gupta1 P.K. 2006. Association analysis of agronomically important traits using SSR, SAMPL and AFLP markers in bread wheat. Journal of Curent Science, 90:5-10
Simkin, A. J., Moreau, H., Kuntz, M., Pagny, G., Lin, C., Tanksley, S. & McCarthy, J. 2008. An investigation of carotenoid biosynthesis in Coffea canephora and Coffea arabica. Journal of Plant Physiology, 165(10), 1087–1106. doi: 10.1016/j.jplph.2007.06.016.
Seppänen, M. M., Cardi, T., Hyökki, M. B. & Pehu, E. 2000. Characterization and expression of cold-induced glutathione S-transferase in freezing tolerant Solanum commersonii, sensitive S. tuberosum and their interspecific somatic hybrids. Plant Science, 153(2), 125–133. https://doi.org/10.1016/S0168-9452(99)00252-6
Shewry, P.R. 2009. Wheat. Journal of Experimental Botany, 60, 1537-1553
Shroyer, J. M., Mikesell, M. E. & Paulsen, G. M. 1995. Spring freeze injury to Kansas wheat, Kansas State University. http://www.ksre.ksu.edu/bookstore/pubs/c646.pdf.
Spataro, G., Tiranti, B., Arcaleni, P., Bellucci, E., Attene, G., Papa, R., Spagnoletti Zeuli, P. & Negri, V. 2011. Genetic diversity and structure of a worldwide collection of Phaseolus coccineus L. Theoretical and Applied Genetics, 122, 1281-1291. doi: 10.1007/s00122-011-1530-y
Thornsberry, J.M., Goodman, M.M., Doebley, J., Kresovich, S., Nielsen, D. & Buckler, E.S. 2001. Dwarf8 polymorphisms associate with variation in flowering time. Nature Genetics, 28(3), 286-289. https://doi.org/10.1038/90135
Yin, X., Stam, P., Kropff, M.J. & Schapendonk, A.H.C.M. 2003. Crop Modeling, QTL Mapping, and Their Complementary Role in Plant Breeding. Agron. J., 95, 90-98. https://doi.org/10.2134/agronj2003.9000a.
Yu, L.X., Lorenz, A., Rutkoski, J., Singh, R.P., Bhavani, S., Huerta-Espino, J. & Sorrells, M.E. 2011. Association mapping and gene-gene interaction for stem rust resistance in CIMMYT spring wheat germplasm. Theoretical and Applied Genetics, 123, 1257-1268. doi: 10.1007/s00122-011-1664-y.
Zadoks, J. C., Chang, T. T. & Konzak, C. F. 1974. A decimal code for the growth stages of cereals. Weed Research, 14(6), 415-421. https://doi.org/10.1111/j.1365-3180.1974.tb01084.x
Zargani, M., G.A. Ranjbar and Sh. Ebrahim Nejad. 2015. Molecular assessment of genetic diversity among bread wheat (Triticum aestivum L.) doubled haploid lines using SSR markers. Journal of Crop Breeding, 7(15), 88-95 (In Persian)
Zhang, L., Bargelloni, L. & Patarnello, T. 2002. Strategies for microsatellite isolation: a review. Molecular Ecology, 11(1), 1-16. doi: 10.1046/j.0962-1083.2001.01418.x
Zhu, Z., Chung, W. H., Shim, E. Y., Lee, S. E. & Ira, G. 2008. Sgs1 helicase and two nucleases Dna2 and Exo1 resect DNA double-strand break ends. Cell, 134(6), 981-994. doi: 10.1016/j.cell.2008.08.037
Zhu, C., Gore, M., Buckler, E.S. & Yu, J. 2008. Status and prospects of association mapping in plants. The Plant Genome, 1 (1), 5-20. https://doi.org/10.3835/plantgenome2008.02.0089

فایل ها

هم رسانی

ارجاع به این مقاله

آمار